能帮忙翻译一下我的外文翻译吗?我翻译得不咋样!

Joyce at al. 2003).
 Cassells and Curry (2001) argue that all problems underlying plant micropropagation
may in part have a common basis, namely oxidative stress damage. In consequence, there
may be a considerable overlap in physiological responses to different stresses (Joyce et al.
2003). Therefore, the activation of plant defence mechanisms counteracting environmental
stresses, both biotic and abiotic, could reduce the stress caused by the in vitro culture
microenvironment. Several substances with elicitor properties, which trigger stress
responses linked to plant defence mechanisms, have been identified, such as chitosans.
 Chitosans are polysaccharides produced from chitin, for instance from crab shells, which
can be made soluble through alcalic or enzymatic deacetylation. Chitosan is reported to
influence the production of substances related to stress response, such as phytoalexins
(Walker-Simmons et al. 1983) and chitinases (Dornenburg and Knoor 1994; O'Herlihy et al.
2003) and to influence peroxidase activity (Kowalski et al. 2005). Chitosan treatments have
also shown plant growth promoting effects, resulting in improved yields and plant health in
numerous crops and fruits, and has been discussed as an alternative to chemical fungicides
(Benhamou et al. 1994; EI Ghaouth 1994; Kowalski et al. 2006; O'Herlihy et al. 2003; Roby
et al. 1987; Tiuterev 1996; Vander 1998).
 The influence of chitosan on morphogenesis in vitro has so far not been analysed, but
chitosan was found to enhance secondary metabolite production in cell suspensions and callus
of various species (Domenburg and Knoor 1994; Tumova and Backovska 1999; Yu et al.
2002). Applied in micropropagation, chitosan could improve plantlet quality in vitro, in
consequence facilitating the subsequent acclimatisation of plantlets to ex vitro conditions.
 The aim of this work was to investigate whether the application of soluble chitosan at the in
vitro and acclimatisation ex vitro stages can stabilise plant quality and yields in potato
micropropagation on a high level. The effects of different chitosan concentrations in vitro and
their interaction with chitosan application at acclimatisation were analysed assessing
morphological and physiological parameters of potato plantlets in vitro and in the greenhouse,
minituber numbers and yields. The influence of chitosan treatments on seed quality was
determined by assessing the field performance of plants arising from minitubers. Greenhouse
and field experiments were carried out under subtropical ex vitro conditions, where heat stress in
combination with short days may impair survival at acclimatisation, p场siological seed quality
and yield stability to a still greater extent than in temperate conditions.
Materials and Methods
Planting Material and General Experimental Conditions
In vitro plantlets (microplants) of Solanum tubero.sum cv. Desiree were multiplied on the
following basal medium: 1/2 MS (Murashige and Skoog 1962), 15 g 1-} sucrose, solidified
Potato Research (2006) 49:167-176
】69
with 2% phytagel and sterilised at 121 0C and 1.2 kg cm z for 20 min. After 21 days, nodal
cuttings were placed on rooting medium with 1 MS+1.0 mg 1 } thiamine+30 g 1 } sucrose
and 2% phytagel. Soluble chitosan was added to the rooting medium prior to autoclaving
and the pH was adjusted to 5.8. Cultures were maintained at 20士2 0C, 120 pE m z s },
16 h photoperiod (GroLux fluorescent light tubes) in 250-m1 plastic food containers con-
taming 50 ml of culture medium for 21 days. Sample size was 10 explants per culture

vessel with three replicates per treatment.
 Microplants from chitosan treatments in vitro and controls were transferred to the
greenhouse (aphid-proof gauze tunnel) into raised beds of a soil-less mineral substrate
(zeolite) at 10 X 10 cm spacing in December. Plots were randomised and consisted of 10
plants with three replicates per treatment. Minitubers were harvested 70 days after planting
and stored at 6 0C for 9 months.
 Minitubers from chitosan treatments and untreated controls were planted in randomised
plots with three replicates per treatment in the field in December on a ferralitic soil under
irrigation with 120 kg/ha N. Plot size was 10 m2, with 25 X 90 cm spacing; sample size was
15 plants per replicate. Size of the minitubers planted was calibrated to between 21 and
30 mm diameter; treatments to break dormancy were not necessary, as minitubers sprouted
within 3 days after coming out of cold storage. The trial site was the experimental station of
Remedios, province Villa Clara (central Cuba), situated 26 m above sea level; in the potato
growing season December-March the average maximum temperatures are 27 0C, minimum
temperatures 20 0C, humidity 80%, with an average of 8 h sunshine per day.
 The chitosan used throughout the trials was a soluble powder preparation (ChitoPlant,
ChiPro GmbH Bremen, chitosan content 99.9%).
Chitosan Treatments Tested
Concentrations of soluble chitosan in the semisolid culture (rooting) medium were 1, 0.1,
0.01, 0.001, 0.0001 g 1 }. At a concentration of 1 g 1 } the culture medium failed to solidify.
 In the trial year 2001-02, only microplants treated with 0.1 g 1 } chitosan in vitro and
also untreated microplants were planted into the greenhouse with two plots each. One plot
was treated with weekly foliar sprays of a 1 g 1-} chitosan solution, while the other
remained untreated.
 In 2002-03, plantlets from all in vitro treatments and also untreated microplants were
transferred to the greenhouse. Two plots were planted for each in vitro treatment, one was
treated with weekly foliar sprays of a 1 g 1 } chitosan solution, while the other remained
untreated. Microplants not treated in vitro received chitosan sprays in the greenhouse with
concentrations of 1, 0.1, 0.01, 0.001 g 1 }.
 In 2003-04, plantlets from all in vitro treatments were transferred to the greenhouse and
treated with weekly foliar sprays of a 1 g 1-} chitosan solution.
Parameters Recorded
Morphological and physiological parameters in vitro and ex vitro were recorded as described
in Kowalski et al. (1999x). To determine water loss, microplants, greenhouse and field plants
after cutting were placed at 25 0C for 1 h and the weight loss calculated. Parameters in vitro
were recorded 21 days after subculture; parameters ex vitro 45 days after transfer into the
greenhouse. Seventy days after planting minitubers were harvested, counted and weighed.
 Parameters of field growth (fresh weight, dry weight, shoot length and water loss) were
recorded 45 days after planting. Incidence of early blight (Alternaria spp.) was assessed 45
 】70
Potato Research (2006) 49:167-176
and 60 days after planting. Tubers were harvested 70 days after planting, counted, weighed
and evaluated for common scab (Streptomyces .scabies).
Evaluation of Plant Quality

The sum of all ranks allocated to the treatment was calculated, the lowest sum of ranks
representing highest plant quality.
Results
Fffect of Soluble Chitosan on in vitro C'}rowth
The optimum concentration in the semisolid culture medium varied between years. In 2001
and 2002, application of 0.1 g 1 } led to the best microplant quality expressed by the lowest
sum of ranks (Table 1). In 2003, the most beneficial concentrations were 0.001 and
0.0001 g 1}, while the addition of 0.1 g 1-} had no significant effect on morphological and
physiological parameters.
 In the treatments most beneficial to microplant growth, water loss after cutting was
reduced. The other morphological and physiological parameters of microplant quality were
influenced differently depending on the year.
Fffect of Soluble Chitosan on Acclimatisation ex vitro in the C'}reenhouse
Application of 0.1 g 1-} chitosan in vitro resulted in improved acclimatisation of micro-
plants in the greenhouse in 2001-02 as expressed by lowered sum of ranks compared to the
control (Table 2). In the planting season 2002-03 no effect on morphological and
physiological growth parameters was observed (Table 3). Minituber numbers and yields
were significantly increased in both trial years (Tables 2, 3). The lower concentrations
tested in 2002-03 had no effect on yield parameters (Table 3).
 The plantlets treated with 1 g 1 } chitosan ex vitro alone had increased tuber numbers
and yields in the first, but not the second trial year (Tables 2, 3). In the second year
acclimatisation was improved and yield increased at a chitosan concentration of 0.1 g 1-},
while the lower concentrations had no significant effect (Table 3).
Potato Research (2006) 49:167-176
Table 3 Effect of different concentrations of soluble chitosan applied in vitro and ex vitro on acclimatisation
ex vitro and minituber yield of potato Solcmum tuberosum L. ev. Desiree plantlets in the winter season 2002-
0} (mean values followed by differinu letters differ siunificantlv at尸<0 051

Effect of Soluble Chitosan Applied in vitro and in the Greenhouse on Eield Performance
Eield growth of plants from minitubers derived from plantlets treated with chitosan in vitro
did not differ from the control in 2003; in 2004 biomass production was significantly
increased (Table 5). Tuber number was increased in both trial years, yield only in 2004.
 Plants from minitubers derived from plantlets treated with chitosan ex vitro alone also
showed improved growth in 2004, but not 2003, and no significant increase in yield
parameters (Table 5). Plants grown from minitubers derived from the combined in vitro+ex vitro treatment
showed an improved growth as expressed in lower sums of ranks compared to the control,
with biomass production increased and water loss after cutting reduced. Tuber numbers were
increased in all three trial years (Tables 5, 6). The effect appeared to be largely independent
of the chitosan concentration applied in vitro, only at the lowest concentration was there a
slight decrease compared to the higher concentrations (Table 6). Tuber yields also showed a
tendency to increase.
 At harvest, early blight (Alternaria spp.) had destroyed 55.7, 60.5 and 47.8% of the
foliage of the controls in 2003, 2004 and 2005, respectively. Incidence of common scab
(Streptomyces .scabies) in the control was 33.3, 3.0 and 15.0%, respectively. No significant
differences in disease incidence were found between chitosan treatments and control (Data
not shown).
Discussion
Plant quality in vitro has been shown to influence subsequent development of plantlets at
acclimatisation and in the field (Cassells et al. 1999; Kowalski et al. 1999x, b, 2003).
Apparently, a favourable physiological condition can be established in the in vitro phase,
which is then carried through to the later stages of the seed production process in
greenhouse and field. The rationale of this work was that chitosan as plant growth promotor
and elicitor of plant defence mechanisms could alleviate stress caused by in vitro conditions
and acclimatisation.
 The chitosan concentration most beneficial to in vitro microplant growth varied between
years (Table 1). Reduction of water loss after cutting was observed in the treatments most
Potato Research (2006) 49:167-176
】75
beneficial to microplant growth in all three trial years. This effect was carried through to the
greenhouse (Tables 2, 4) and field (Tables 5, 6) with the exception of trial season 2002-03
when there was no effect on water loss observed. Reduced transpiration after foliar chitosan
application has been reported by Bittelli et al. (2001).
 The effect of chitosan in vitro did generally not increase propagation rate, but mainly
influenced performance in the greenhouse after acclimatisation and seed quality of the
minitubers.
 Treatments with the best in vitro plantlet growth also produced more minitubers and
higher yields in the greenhouse, although parameters of plant growth were less affected
(Tables 2, 3, 4). However, the stable greenhouse and field performance of plantlets treated
with 0.1 g 1 } chitosan in vitro shows that annual effects on in vitro growth have to be
interpreted carefully when determining the most beneficial chitosan concentration in the
culture medium.
 The effect of foliar chitosan application in the greenhouse to microplants not treated in
vitro was unreliable (Tables 2, 3). However, when applied to plantlets treated in vitro the
foliar application in the greenhouse led to further improvement in both growth and yield
parameters (Tables 2, 3). The combined treatment showed the most stable performance over
3 years (Tables 2, 3, 4), indicating that the positive effect of chitosan in vitro can be
"fixated" and stabilised through continued chitosan application at the acclimatisation phase.
 Tuber numbers in field plants grown from minitubers derived from chitosan treatments
in vitro and combined treatment in vitro+acclimatisation were increased in all three trial